网络出版时间:2023-05-0915:44:36 网络出版地址:https://kns.cnki.net/kcms/detail/34.1086.R.20230508.1432.060.html
◇肿瘤药理学◇
Triapine通过ROS/GSH/GPX4轴诱导A549细胞铁死亡
张朋飞1,章立华2,华 东1
,3
(1.江南大学生命科学与健康工程学院,江苏无锡 214000;2.厦门大学医学院
胃肠肿瘤研究所,福建厦门 3
61102;3.南京医科大学无锡人民医院肿瘤科,江苏无锡 214000)doi:10.12360/CPB202204041
文献标志码:A文章编号:1001-1978(2023)05-0833-06中国图书分类号:
R329 28;R591 1;R734 2;R979 1摘要:目的 探究Triapine诱导非小细胞肺癌细胞A549发生铁死亡的作用与机制。方法 MTT实验和克隆形成实验评价Triapine对A549细胞增殖的作用;使用DCFH DA探针分析Triapine对A549细胞内ROS水平的影响;试剂盒检测Triapine处理后A549细胞内谷胱甘肽(glutathione,GSH)和脂质过氧化物(lipidperoxides,LPO)水平变化;Westernblot分析Triapine对A549细胞内谷胱甘肽过氧化物酶4(gluta thioneperoxidase4,GPX4)蛋白表达的影响;用ROS抑制剂进行干预,检测GPX4蛋白的表达和细胞活性的变化。结果 Triapine能够抑制A549细胞增殖,且IC50为(
3 7±0 08)mg·L-1
;Triapine能诱导A549细胞ROS累积,降低GSH水
平,提升LPO含量,下调GPX4的表达;ROS抑制剂干预能恢复T
riapine引起的GPX4表达降低及细胞活性下降。结论 Triapine可能通过提升A549细胞内ROS水平消耗GSH,导致GPX4表达下降,诱导铁死亡发生。
关键词:肺癌;铁死亡;Triapine;GPX4;脂质过氧化物;ROS
开放科学(资源服务)标识码(OSID):
收稿日期:2022-08-10,修回日期:2022-11-12基金项目:福建省自然科学基金资助项目(No2021J05276)作者简介:张朋飞(
1992-),男,博士生,研究方向:肿瘤药理与肿瘤精准,E mail:jn60zpf@163.com;
章立华(1987-),男,博士后,研究方向:肿瘤精准与肿瘤耐药机制,通信作者,E mail:lihuazhang@xmu.edu.cn;
华 东(1967-),男,博士,教授,研究方向:肿瘤药理与肿瘤精准,通信作者,E mail:wx89211@163.com
肺癌是全球癌症相关死亡的主要原因[1]
。非
小细胞肺癌(
non smallcelllungcancer,NSCLC)约占肺癌整体发病的85%,5年生存率仅为15%[2]。
化疗是肺癌的主要方式之一,但大多数肺癌患者早期对化疗敏感,晚期表现出耐药性,导致临床预
后极差[
3]
。因此,发展新的药物靶点和理解机制对肺癌的具有重要临床意义。
铁死亡是近年来备受关注的一种新型细胞死亡
方式,其与细胞凋亡等传统细胞死亡方式不同[4-5]
。
铁死亡是由细胞内铁离子累积并催化产生活性氧(reactiveoxygenspecies,ROS)驱动的,ROS能够氧化膜脂质,产生大量脂质过氧化物(lipidperoxides,
LPO),并进一步导致细胞死亡[6]。铁死亡过程中线
粒体展现出独特形态学变化,如膜密度增高、嵴消失
等[
6]
。铁(Fe)等必需过渡金属离子在肿瘤细胞代谢、增殖、血管生成和肿瘤转移中发挥重要作
用[7-8]
,逐步成为新的靶点。近期,开发新型铁
螯合剂已成为一种有前景的抗癌策略。Triapine是一种缩氨基硫脲类铁螯合剂,具有广谱抗肿瘤活性,
并在多项临床Ⅰ/Ⅱ期实验中进行研究[9]。T
riapine能够与核糖核苷酸还原酶活性中心的铁离子结合而使酶失活,从而抑制DNA合成。然而,铁死亡在Triapine发挥抗肿瘤活性中的作用目前仍不明确。本研究探究了Triapine诱导非小细胞肺癌A549细胞发生铁死亡的作用,为肺癌提供了新的方案。1 材料与方法1.1 材料
1.1.1 细胞与试剂 A549细胞和PC9细胞来自中国科学院干细胞库。R
PMI 1640(货号:31870074,厂家:赛默飞世尔,产地:中国)、胰酶(规格:0 25%,货号:15090046,厂家:赛默飞世尔,产地:中国)、FBS(货号:10091155,厂家:赛默飞世尔,产地:中国)。MTT(货号:M8180,厂家:索莱宝,产地:北京),结晶紫(C8470,厂家:索莱宝,产地:北京)。DCFH DA(货号:S0033S,厂家:碧云天,产地:上海)、GSH试剂盒(S0053,厂家:碧云天,产地:上海)、MDA试剂盒(S0131S,厂家:碧云天,产地:上海)、BCA试剂盒(P0010S,厂家:碧云天,产地:上海)。N 乙酰 L 半胱氨酸(NAC,货号:N800425,厂家:麦克林,产地:上海)。GPX4抗体(货号:ab41787,厂家:Abcam,产地:英国)、Vinculin抗体
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(ab219649,厂家:Abcam,产地:英国)、山羊抗兔IgG(货号:ab97051,厂家:Abcam,产地:英国)。1.1.2 仪器 多功能酶标仪(型号:synergyH4,厂家:BioTeK,产地:美国)。倒置显微镜(型号:尼康Ti E,厂家:尼康株式会社,产地:
日本)、激光共聚焦显微镜(型号:TCSSP8,厂家:徕卡,产地:德国)。1.2 方法
1.2.1 MTT实验 向96孔板中每孔加入100μLA549细胞(5000个)悬液,待A549细胞呈现出完整细胞形态后,将培养基更换为含有不同浓度Tria pine(0~100mg·L-1)的培养基处理48h。根据MTT实验方案,每孔加入10μLMTT,常温培养2~4h后,小心吸取出孔内染液,加入100μLDMSO并震荡溶解产物,利用酶标仪(Ex:490nm)测定吸光度(OD)值。
1.2.2 克隆形成实验 在6孔板中每孔加入2mLA549细胞(500个)悬液,待细胞呈现出完整细胞形态后吸取出培养基,加入2mL含有Triapine的培养基药物稀释液的处理A549细胞24h,Triapine终浓度为4mg·L-1。Triapine处理结束后,每孔加入2mL新鲜培养基。观察14d后,细胞固定并染,PBS小心清洗,拍照,计数。
1.2.3 DCFH DA探针法检测ROS 取1mLA549细胞悬液(5×104个)加入到共聚焦小皿(35mm)中,待细胞密度达到90%后,用2、4、6mg·L-1的Triapine分别处理细胞12h。随后加入1mL含有DCFH DA探针(1×10-5mol·L-1)的PBS缓冲液,常温孵育30min,在激光共聚焦显微镜(Ex:488nm,Em:525nm)下进行观察拍照。
1.2.4 GSH水平检测 在6孔板中加入2mLA549细胞悬液(5×104个/孔),待细胞密度达到90%后,分别加入含2、4、6mg·L-1的Triapine培养基处理12h。随后收集细胞,按照GSH检测试剂盒的说明,测定空白对照组与不同浓度的Triapine处理组细胞内GSH的水平。
1.2.5 MDA实验 在6孔板中加入2mLA549细胞悬液(5×104个/孔),待细胞密度达到90%后,分别加入含2、4、6g·L-1的Triapine培养基处理12h。随后收集细胞,按照MDA检测试剂盒的说明,测定空白对照组与不同浓度的Triapine处理组细胞内MDA的水平。
1.2.6 C11BODIPY581/591染实验 取1mLA549细胞悬液(5×104个)加入到共聚焦小皿(35mm)中,待细胞密度达到90%后,加入Triapine(4mg·L-1)处理12h。随后加入1mL含有C11BODIPY581/591(5×10-6mol·L-1)的PBS缓冲液。常温孵育10min,用PBS清洗细胞,在激光共聚焦显微镜(Ex:581nm(Reduced)/500nm(Oxidized),Em:591nm(Reduced)/510nm(Oxidized)下进行观察拍照。
1.2.7 线粒体形态分析 将细胞(5×104个/皿)接种于无菌细胞培养皿(10cm),待
细胞密度达到90%后,加入Triapine(4mg·L-1)处理12h,收集细胞沉淀,将细胞沉淀置于2 5%戊二醛溶液(电镜级)中固定。随后将固定好的细胞进行渗透处理,并在70℃下包埋过夜。细胞包埋块切片,用乙酸双氧铀(规格:1%)和柠檬酸铅(规格0 4%)对细胞染,然后进行透射电镜观察。
1.2.8 Westernblot实验 将用Triapine(4mg·L-1)处理的A549细胞消化,离心(500g,4℃,10min)。小心吸弃掉上清,低温震荡裂解细胞,时间为20min,离心(12000g,4℃,15min)。Triapine处理的样品蛋白浓度用BCA试剂盒测定。将上样缓冲液(1×)加入到蛋白样品中,变性(100℃)后上样,分离转膜,随后室温封闭(5%BSA,TBST配制),GPX4(1mg·L-1)、Vinculin(1∶1000)一抗孵育过夜。TBST洗膜,二抗(1∶10000)孵育2h。TBST洗膜,ECL曝光检测。
1.2.9 统计学处理 数据分析用GraphPadPrism7 0软件,呈正态分布的计量数据以珋x±s表示,采用t检验分析两组间比较。
2 结果
2.1 Triapine抑制A549细胞增殖 MTT实验结果显示,Triapine对A54
9细胞的半抑制浓度,即IC
50值为(3 7±0 08)mg·L-1(Fig1A)。克隆形成结果显示,Triapine处理后A549细胞形成的克隆数目(17 0±1 6)明显少于对照组(72 6±2 1)(P<0 01),表明Triapine有效抑制了A549细胞的增殖(Fig1B)。
2.2 Triapine提升细胞内活性氧含量 Triapine能够与细胞内铁离子结合,并催化ROS产生。因此,通过ROS探针观察了不同浓度(2~6mg·L-1)Tri paine处理后细胞内ROS的变化。与对照组相比,Triapine组细胞内荧光信号强度增强,表示细胞内ROS水平升高。相同作用时间下,6mg·L-1的Tri apine作用后细胞内荧光强度明显高于其他组,表明细胞内ROS水平与Triapine作用浓度呈正相关(Fig2)。
2.3 细胞内GSH和LPO水平检测 GSH构成了细胞内主要的抗氧化系统,进一步检测Triapine对
·
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Fig1 EffectofTriapineonproliferationofA549cells(珋x±s,n=3)
A:ThecellviabilityofA549cellsinTriapineconcentrationgradientwasanalyzedbyMTTassay;B:TheinhibitoryeffectofTriapineonA549cellsin14dayswasassessedbycolonyformationassay. P<0 01vsControlgroup
.
Fig2 ROSlevelofA549cellsdetectedbyDCFH DAprobe
细胞内GSH水平的影响。如Fig3A所示,Triapine
处理后,A549细胞内GSH水平较对照组降低,并且
GSH下降水平与Triapine浓度相关(P<0 01)。细
胞内LPO异常累积是铁死亡发生的关键。采用丙
二醛(malonaldehyole,MDA)检测试剂盒对不同处理
的A549细胞内LPO水平进行评估。结果显示(Fig
3B),对照组细胞内LPO水平明显低于Triapine组,
且细胞中LPO含量与Triapine作用浓度呈正相关
(P<0 05),初步表明Triapine能够引起细胞铁死
亡。
2.4 细胞内膜脂质过氧化检测 前期实验证明,
Triapine导致细胞内LPO水平升高,而LPO累积是
细胞发生铁死亡的重要标志。为进一步分析细胞内
的膜脂质过氧化反应,采用C11BODIPY581/591探针
评估细胞内膜脂质过氧化情况。激光共聚焦结果显
示,Triapine组细胞中红荧光信号明显弱于对照
组,而与对照组相比,Triapine组细胞中观察到较强
的绿荧光信号,这表明在Triapine作用下细胞内
发生了脂质过氧化反应,并造成LPO的累积(Fig
4)。
2.5 细胞线粒体形态变化 为验证Triapine诱导
的A549细胞铁死亡,采用透射电镜对细胞线粒体
的形态进行观察。如图Fig5,Triapine处理后细胞
的线粒体嵴出现明显减少现象,并且线粒体膜密度
·
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Fig3 EffectofTriapineonGSHandLPOlevelsof
A549cells
(珋x±s,n=3)A:GSHlevelsofA549cellsweredetectedbyGSHkit;B:TheLPOlevelsofA549cellswereanalyzedbyMDAassay.
P<0 05,
P<
0 01v
sControlgroup
.Fig4 C11BODIPY581/591
probedetected
intracellularlipidperoxidationlevels
升高,且膜完整性较差,进一步证明Triapine导致细胞发生了铁死亡。
2.6 ROS抑制剂对GPX4蛋白表达和细胞活性的影响 为探究T
riapine诱导A549细胞发生铁死亡的机制,采用Westernblot分析铁死亡相关蛋白GPX4蛋白的表达。如Fig6A,Triapine处理后细胞内GPX4蛋白表达明显低于对照组(P<0 01)。N
乙酰基 L 半胱氨酸(N acetylcysteine,NAC)是ROS清除剂,Triapine与NAC共同处理A549细胞后,细胞内GPX4蛋白表达高于单独Triapine处理组(P<0 01)。同时,MTT结果显示,Triapine与NAC共孵育组细胞活性高于Triapine组(P<0 01)(Fig6B)
。
Fig5 Observationofmitochondrialmorphologyby
transmissionelectronmicroscope
2.7 铁死亡抑制剂和凋亡抑制剂对细胞活性的影响 F
ig7A显示,铁死亡抑制剂(Fer 1)和凋亡抑制剂(Z vad fmk)能够抑制Triapine引起的A549细胞
活性下降,并且Fer 1对细胞活性的恢复作用强于Z vad fmk(P<0 05),进一步表明Triapine引起了A549细胞铁死亡。同时,Fer 1能够减弱Triapine引起的PC9细胞活性下降(P<0 01),表明Triapine也有诱导PC9细胞铁死亡的作用(Fig7B)。3 讨论
铁死亡是一种铁依赖性的细胞死亡形式,主要特征为铁依赖性ROS和LPO累积并达到致死水平。研究发现,铁死亡的发生过程涉及细胞内铁代谢、ROS的生成与清除以及氨基酸和脂质代谢等多方
面的异常[10]
。由于铁死亡对改善传统肿瘤耐
受现象具有独特优势,近年来逐步成为研究热点。
铁对于维持细胞的正常生理机能起着关键的作用,比如DNA的合成与复制。肿瘤细胞对铁离子具有依赖性,调控肿瘤细胞内铁代谢是潜在的肿瘤靶点。Triapine可以通过抑制肿瘤细胞内的核糖
核酸还原酶M2(ribonucleotidereductaseregulatory
subunitM2,RRM2)发挥抗肿瘤活性[11]
。Triapine能
够螯合RRM2活性中心的铁离子,形成Fe(Ⅱ)
(Triapine)复合物,通过类芬顿反应(Fenton likere
action)产生ROS[11]。ROS水平升高不仅会导致细胞氧化损伤,还是铁死亡的重要参与者[12-13]。本研
究证实,
Triapine作用后能明显降低A549细胞的增殖,引起细胞死亡。同时,Triapine能够催化A549细胞内产生大量ROS,提示其具有潜在的铁死亡诱导活性。
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Fig6 RecoveryofROSinhibitorsonGPX4proteinexpressionandcellviability(珋x±s,n=3)
A:TheGPX4expressionofA549cellswasanalyzedbyWesternblot;B:MTTassayanalyzedthecellviabilityofA549cells. P<0 01vsControl
group,##
P<0 01vsTriapinegroup
.
Fig7 CellviabilityofA549cells(A)andPC9cells(B)
afterincubatingwithFer 1andZ vad fmk,respectively(珋x±s,n=3)
P<0 01vsControlgroup;#P<0 05,##
P<0 01vsTriapine
group.
文献报道,Triapine具有诱导细胞凋亡的活性。
Robert等[14]
发现Triapine能够通过促进内质网应激
诱导肿瘤细胞凋亡。此外,Triapine可以通过抑制RRM2的表达诱导细胞凋亡发生,这主要是通过调
控凋亡相关蛋白Bcl 2表达实现的[15]。近期研究发
现,RRM2参与了铁死亡过程。RRM2过表达能促进细胞内GSH的合成,进而抑制肝癌细胞发生铁死
亡[
16]
。本研究证实,Triapine处理后肺癌细胞活性下降,而铁死亡抑制剂(Fer 1)和凋亡抑制剂(Z vad fmk)能够逆转这一现象。以上结果表明,Triap
ine
可能具有同时诱导细胞凋亡和铁死亡的作用,这一发现进一步丰富了对Triapine抗肿瘤机制的认识。
GSH是一种细胞内主要的抗氧化物质。GPX4作为内源性抑制铁死亡的脂质过氧化物酶,可以将毒性脂质过氧化氢(L OOH)转化为无毒的脂质醇
(L OH)[17]
reactive oxygen species (ros)。GPX4在铁死亡过程中的表达和活性依赖于GSH的存在[17]。因此,消耗细胞内的GSH
会间接抑制GPX4的活性,GPX4表达降低是铁死亡
发生的重要标志[18]。本研究发现,Triapine能够引
起A549细胞GSH水平降低,GPX4蛋白表达水平下降。此外,NAC能够使细胞内GPX4的表达和细胞活性得到恢复。以上结果表明,Triapine可能通过ROS/GSH/GPX4信号轴诱导A549细胞铁死亡发生。
免疫是近年来肿瘤的热点,研究表明,抑制铁死亡会导致肿瘤细胞对免疫的敏感性降低。因此,采用Triapine等铁死亡诱导剂与免疫药物的联合应用可能为降低肺癌死亡率提供了一
种有前景的策略。同时,随着纳米技术的发展,纳米药物递送系统与Triapine的联合将有助于Triapine发挥药理活性,提升Triapine的靶向性,达到增效减毒的效果。综上所述,本文指出Triapine可能通过提升A549细胞内ROS水平,导致GSH消耗和GPX4表达下降,诱导铁死亡发生。
(致谢:本研究工作在江南大学生命科学与健康工程学院实验平台与厦门大学医学院胃肠肿瘤研究所实验平台完成,感谢指导老师和各位同学的帮助。)
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